Cell quality detection
细胞质量检测
介绍
细胞与基因治疗、抗体及重组蛋白等生物制品的生产工艺复杂，始终伴随生物学属性改变、外源性污染和交叉污染等多重风险。依据《中国药典》2025年版三部通则0234《生物制品生产用动物细胞基质制备及质量控制》及相关技术指导原则，必须建立完善的质量控制策略，涵盖鉴别、生物学效力、纯度、杂质、含量及微生物安全等关键质量属性。
汉氏联合检验检测依托CNAS认可的实验平台，建立了符合法规要求的严格质量管理体系，提供包括细胞库鉴定、宿主蛋白/DNA残留检测、内外源病毒因子检测、生物学活性分析以及无菌和支原体检查等全面检定服务。凭借扎实的技术底蕴和高效的项目执行能力，我们在确保合规的基础上，持续优化检测流程，显著缩短周期，致力于为各类生物制品提供高效、可靠的整体解决方案。
检测项目汇总
《中国药典》2025年版三部通则0234《生物制品生产用动物细胞基质制备及质量控制》明确了细胞库的制备及质量控制要求。国际监管机构和指南，包括NMPA、FDA、EMA、WHO及ICH，也一致强调：细胞库检定是保障药物安全性与一致性的核心环节。细胞检定主要涵盖细胞鉴别、无菌与支原体检测、内外源病毒因子检测以及成瘤性/
致瘤性评价等关键项目，适用于主细胞库（MCB）、工作细胞库（WCB）及生产用细胞。我们建议在药物研发与生产全过程中，对间充质干细胞、CHO细胞、HEK293细胞、Sf9细胞等各类哺乳动物及非哺乳动物细胞系进行系统性检定，以确保产品质量与安全。
汉氏检测可提供细胞产品的全流程综合质量检测服务，主要包括：
微生物学安全性检测：建立从原辅料及起始原物料（如生产用细胞等）到最终产品的全链条质量安全控制方案，确保细胞及细胞产品不受细菌、真菌、支原体及病毒污染，同时避免微生物代谢产物的干扰。
生物学安全性检测：评估或预测细胞治疗产品进入人体后可能产生的成瘤性、异常免疫反应或异常分化风险。
生物学属性检测：对细胞进行鉴别、活性、纯度及均一性评价，降低由于细胞本身多样性、异质性和复杂性带来的风险。
生物学有效性检测：通过诱导分化能力、免疫学反应及相关活性物质分泌等指标，预测临床治疗效果。
细胞库检：针对主细胞库（MCB）与工作细胞库（WCB），依据国内外药典及监管指南要求，提供全面的细胞库检定服务，为细胞的安全性、一致性和身份唯一性提供关键依据。该服务严格遵循“三级细胞库”管理原则，确保从源头控制产品质量。
通过全方位的质量检测与风险控制，汉氏检测助力各类细胞治疗产品在研发与生产中实现高质量、安全可靠。
检定项目
检测方法
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iPSC 外源载体残留检测（qPCR 法）用于评估诱导多能干细胞中重编程载体 DNA 是否仍然存在，确保细胞基质安全性。实验中，提取 iPSC 的基因组 DNA，采用针对载体特异序列设计的引物和探针进行荧光定量 PCR（qPCR）扩增。通过实时监测荧光信号变化，获得循环阈值（Ct 值），并与载体标准品或阴性对照进行比对，定量分析外源载体残留拷贝数。检测结果可用于判断 iPSC 中外源重编程载体是否已清除，为细胞安全性评价提供依据。
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iPSC 外源重编程基因检测（qPCR 法）用于评价诱导多能干细胞中外源重编程因子的表达情况。实验中，提取 iPSC 总 RNA，并经反转录生成 cDNA，作为 qPCR 模板。根据目标外源基因（如 OCT4、SOX2、KLF4、c-MYC 等）设计特异性引物，利用荧光定量 PCR（qPCR）体系进行扩增检测。通过实时监测荧光信号变化，获得循环阈值（Ct 值），并与内参基因或阴性对照进行相对或绝对定量分析，从而评价外源重编程基因在 iPSC 中的表达水平及沉默情况，为干性维持和重编程状态评价提供依据。
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iPSC 三胚层分化能力检测用于评价诱导多能干细胞在体内和体外向外胚层、中胚层和内胚层分化的潜能，通常结合体内致瘤实验（畸胎瘤形成试验）和体外三胚层诱导分化检测进行综合评价。体内致瘤实验中，将状态良好、未分化的 iPSC 制备成单细胞悬液，接种于免疫缺陷动物（如裸鼠）皮下、肌内或睾丸囊等部位，持续观察数周至数月，待形成肿块后处死动物，对肿块进行组织学处理和 HE 染色，通过显微镜观察是否同时存在来源于外胚层、中胚层和内胚层的组织结构，以验证其体内多向分化能力。体外三胚层诱导分化检测中，将 iPSC 在无干性维持条件下，分别采用特异性的外胚层、中胚层和内胚层诱导培养体系进行定向分化，分化一定时间后，通过免疫荧光、流式细胞术或基因表达检测分析各胚层特异性标志物的表达情况，从而确认细胞是否具备向三胚层分化的能力。体内与体外方法相结合，可系统、全面地评价 iPSC 的多能性和分化潜能。
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iPSC 干性检测用于评价诱导多能干细胞是否维持典型的多能性状态，通常结合免疫荧光、流式细胞术及碱性磷酸酶（AP）检测进行综合分析。免疫荧光法通过固定细胞并采用针对多能性相关标志物（如 OCT4、SOX2、NANOG、TRA-1-60、TRA-1-81 等）的特异性抗体进行染色，在荧光显微镜下观察其表达定位和阳性比例，用于直观评估干性标志物的表达情况。流式细胞术检测则将细胞制备成单细胞悬液，采用荧光标记抗体对细胞表面或细胞内多能性标志物进行定量分析，通过检测阳性细胞比例和荧光强度，客观评价群体细胞的干性均一性。AP 检测基于多能干细胞中碱性磷酸酶高表达的特性，利用显色或荧光底物对活细胞或固定细胞进行染色，阳性细胞呈现明显染色反应，用于快速判断 iPSC 是否具有典型干性特征。三种方法相互补充，可从形态学、定性与定量多个层面综合评价 iPSC 的干性状态。
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复制型腺病毒检测（荧光定量 PCR 法）用于评估样品中是否存在具有复制能力的腺病毒。实验中，将待测样品接种于适宜的敏感细胞中培养，经一定时间孵育后收集细胞或培养上清，提取核酸。采用针对腺病毒保守基因序列设计的特异性引物和探针，进行荧光定量 PCR 扩增检测。通过监测扩增曲线及 Ct 值变化，并与对照组进行比较，判断腺病毒基因拷贝数是否随培养而增加，从而用于确认样品中是否存在复制型腺病毒。
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HEK293 细胞中腺病毒 5 型 E1A 基因序列鉴别用于确认细胞内特定外源基因片段的存在及其序列特征。实验中，提取 HEK293 细胞的基因组 DNA，采用针对腺病毒 5 型 E1A 基因保守区设计的特异性引物进行 PCR 扩增。扩增产物经琼脂糖凝胶电泳确认目标条带后，进行纯化并采用 Sanger 测序进行序列测定。所得序列与腺病毒 5 型 E1A 标准参考序列进行比对分析，从而实现对 E1A 基因的鉴别与确认。
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HEK293 细胞中 SV40 大 T 抗原核酸序列测定用于确认细胞中是否存在并表达相关外源基因片段。实验中，提取 HEK293 细胞的基因组 DNA（或总 RNA 反转录获得 cDNA），采用针对 SV40 大 T 抗原特异序列设计的引物进行 PCR 扩增。扩增产物经琼脂糖凝胶电泳确认大小后，进行纯化并采用 Sanger 测序或高通量测序进行核酸序列测定。将获得的序列与已知 SV40 大 T 抗原参考序列进行比对分析，用于确认其序列一致性及完整性。
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逆转录病毒检查用于评估细胞基质或细胞制剂中是否存在逆转录病毒污染，依据《中国药典》通常采用多种互补方法进行综合判断，包括逆转录酶活性检测、感染性病毒检测及电子显微镜观察法。逆转录酶活性检测采用高灵敏度方法筛查样品中是否存在逆转录酶活性；感染性病毒检测通过将样品接种于敏感指示细胞并经连续传代培养，检测是否存在可复制的逆转录病毒；电子显微镜观察法则用于直接观察样品或细胞培养上清中是否存在形态学符合逆转录病毒特征的病毒颗粒。三种方法相互补充，用于全面评价样品中逆转录病毒的存在风险。
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链霉素残留检测用于评估细胞制剂中外源抗生素的残留情况，确保产品安全性和质量可控。实验中，可采用微生物抑菌法或免疫学检测法。微生物抑菌法通常选择对链霉素敏感的指示菌，将待测样品加入培养基中，通过测量抑菌圈直径与标准品对照，定量分析链霉素残留。免疫学方法可使用特异性抗链霉素抗体的 ELISA，通过抗体与样品中链霉素结合产生可测信号进行定量。
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青霉素残留检测用于评估细胞制剂中外源抗生素的残留情况，保证产品安全性和符合质量标准。实验中，可采用微生物抑菌法（如琼脂扩散法）或免疫学检测法。微生物抑菌法中，将待测样品加入对青霉素敏感的指示菌培养基上，通过测量抑菌环直径与标准品对照，定量分析青霉素残留量。免疫学方法可使用特异性抗青霉素抗体的 ELISA，通过抗体与样品中青霉素结合产生可测信号进行定量。
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二甲基亚砜（DMSO）残留量检测用于评估 MSC 细胞冻存或处理过程中 DMSO 的残留水平，以确保下游应用安全。实验中，将待测细胞制剂样品解冻并适当处理后，可采用气相色谱法（GC）或高效液相色谱法（HPLC）进行检测。通过与已知浓度的 DMSO 标准品比对，定量分析样品中 DMSO 含量。
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胰蛋白酶（重组胰蛋白酶）残留检测用于评估细胞制备或处理过程中酶解剂的残留情况，确保下游应用的安全性。实验中，将待测样品（如细胞悬液或培养物）收集并适当处理后，可采用ELISA 法检测残余胰蛋白酶（重组胰蛋白酶），利用特异性抗胰蛋白酶（重组胰蛋白酶）抗体结合样品中的胰蛋白酶（重组胰蛋白酶），通过酶标二抗与底物反应产生可测信号进行定量。
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胰蛋白酶（重组胰蛋白酶）残留检测用于评估细胞制备或处理过程中酶解剂的残留情况，确保下游应用的安全性。实验中，将待测样品（如细胞悬液或培养物）收集并适当处理后，可采用ELISA 法检测残余胰蛋白酶（重组胰蛋白酶），利用特异性抗胰蛋白酶（重组胰蛋白酶）抗体结合样品中的胰蛋白酶（重组胰蛋白酶），通过酶标二抗与底物反应产生可测信号进行定量。
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牛血清白蛋白（BSA）残留检测用于评估细胞制备或培养过程中外源蛋白的残留情况。实验中，将待测样品（如细胞制剂或培养基）收集并适当稀释后，采用酶联免疫吸附测定（ELISA）检测 BSA 含量，通过特异性抗 BSA 抗体与样品中 BSA 结合，再通过酶标二抗和底物显色反应测定吸光度，从而定量分析 BSA 含量。
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细胞周期检测用于分析细胞在不同周期阶段（G₀/G₁、S、G₂/M）的分布情况，从而评价细胞增殖特性。实验中，将待测细胞收集并制备成单细胞悬液，固定后用含 DNA 染料（如丙啶橙 PI 或 DAPI）的染色液处理，同时可加入 RNase 消除 RNA 干扰。染色完成后，通过流式细胞仪（Flow Cytometry）检测每个细胞的 DNA 含量。根据 DNA 含量分布，分析各周期阶段细胞比例，获得细胞周期分布图谱。
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细胞生长曲线检测用于评估细胞增殖特性及生长状态。实验中，将状态良好的细胞接种于培养板或培养瓶中，按照设定密度培养，在一定时间间隔（如每天）收集细胞并计数，或使用细胞活力检测试剂（如 CCK-8、MTT）测定细胞代谢活性作为间接指标。将测得的细胞数或吸光度值随时间绘制曲线，即得生长曲线。
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细胞倍增时间检测用于评价细胞的增殖能力和生长特性。实验中，将状态良好的细胞接种于培养板或培养瓶中，记录接种时的细胞数，并在一定时间间隔（如每 24 小时）收集细胞进行计数。通过测定细胞在对数生长期的数量变化，利用公式计算细胞倍增时间（Population Doubling Time, PDT）。
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细胞数和细胞活率检查用于评估细胞生长状态和健康水平。实验中，将细胞收集并制备成均匀的单细胞悬液，然后使用台盼蓝（Trypan Blue）染色。活细胞排斥染料呈透明状态，而死亡或受损细胞被染色呈蓝色。通过血球计数板（Hemocytometer）或自动细胞计数仪计数细胞总数及活细胞数，计算细胞浓度和活率（活细胞数/总细胞数×100%）。
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细胞染色体核型分析用于评估细胞的染色体数目和结构完整性，检测可能的染色体异常。实验中，将待测细胞培养至对数生长期，加入分裂阻滞剂（如秋水仙素）使细胞停留在中期，然后收获细胞并进行低渗处理使染色体舒展。随后固定细胞、制备染色体载片，并进行 Giemsa 染色或 G 显带（G-banding）处理。显微镜下观察和拍摄染色体图像，对染色体数目、形态及结构进行分析，判定核型是否正常，并可识别缺失、重复、易位或倒位等染色体异常，以评价细胞遗传学稳定性。
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细胞 STR（Short Tandem Repeat，短串联重复序列）分析用于鉴定细胞身份及验证细胞来源的纯度。实验中，首先从待测细胞提取基因组 DNA，然后使用针对多个 STR 位点的特异性引物进行 PCR 扩增。扩增产物通过毛细管电泳分析，获得每个样本的 STR 条形码图谱。通过将样本图谱与参考细胞库或对照样本比对，可确认细胞身份、排除交叉污染，并为细胞库管理和质量控制提供依据。
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细胞种属鉴别（多重 PCR 法）用于确认细胞来源的物种，以排除交叉污染。实验中，将待测细胞收集并提取基因组 DNA，设计针对不同物种特异性的引物组合，通过多重 PCR 同时扩增各物种特异性片段。PCR 反应完成后，可通过琼脂糖凝胶电泳分析扩增产物的大小和存在情况。根据特异性片段的出现或缺失，即可判断细胞的物种来源，确保细胞库的准确性和实验的可靠性。
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细胞表面抗原分析用于鉴定细胞类型及其特征性标志物。实验中，将待测细胞收集并制备成单细胞悬液后，用荧光标记的特异性抗体（如针对 CD 系列或其他表面抗原）孵育一定时间以完成结合，然后通过流式细胞仪（Flow Cytometry）检测细胞表面抗原的表达情况。实验过程中通常设置阴性对照（不加抗体或同型对照抗体，或者荧光扣除）以排除非特异性背景信号。检测结果可定量分析抗原阳性细胞比例及表达强度，从而评估细胞身份、纯度和分化状态。
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细胞形态检查用于观察和评估细胞的生长状态、形态特征及健康状况。实验中，将细胞培养至适宜密度后，在显微镜下进行观察，可采用倒置显微镜或相差显微镜。观察内容包括细胞形态（如梭形、多角形或圆形）、细胞大小、细胞排列、贴壁状态、胞体完整性及胞间接触情况。
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间充质干细胞（MSC）促进组织再生功能的评价通常通过检测其分泌的生长因子水平。实验中，将 MSC 置于标准培养条件下培养至适当状态后，收集细胞上清液。通过酶联免疫吸附测定（ELISA）检测上清液中关键生长因子，包括肝细胞生长因子（HGF）、血管内皮生长因子（VEGF）、胰岛素样生长因子-1（IGF-1）、神经营养因子 GDNF 与 BDNF，以及成纤维细胞生长因子（FGF）。测定结果可定量 MSC 分泌各类生长因子的水平，从而评估其促进组织修复和再生的潜能。
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间充质干细胞（MSC）成骨分化实验用于评价 MSC 向成骨细胞方向分化的能力。实验中，将贴壁良好的 MSC 接种于培养板中，待细胞达到适宜密度后，加入含有成骨诱导因子的分化培养基（通常包括地塞米松、β-甘油磷酸盐、抗坏血酸磷酸酯等）培养 2–4 周，并定期更换培养基。分化过程中，MSC 逐渐形成矿化结节，细胞形态呈成骨细胞特征。分化结果可通过碱性磷酸酶（ALP）染色或活性检测评估早期成骨分化，通过阿利新蓝或艾辛红（Alizarin Red）染色观察细胞外基质矿化沉积，以评估 MSC 的成骨分化潜能。
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间充质干细胞（MSC）脂肪分化实验用于评价 MSC 向脂肪细胞分化的能力。实验中，将状态良好的 MSC 接种于培养板中，待细胞贴壁并达到适宜密度后，加入含有诱导因子的脂肪分化培养基（通常包括胰岛素、地塞米松、异丁基甲基黄嘌呤等）培养 2–3 周，期间定期更换培养基。分化过程中，MSC 逐渐积累脂滴形成典型脂肪细胞形态。分化结果可通过油红 O（Oil Red O）染色观察细胞内脂滴沉积，以评估 MSC 的脂肪分化潜能。
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间充质干细胞（MSC）软骨分化实验用于评价 MSC 向软骨细胞方向分化的能力。实验中，将状态良好的 MSC 接种于培养板或三维支架中，使用含 TGF-β、dexamethasone、抗坏血酸磷酸酯等成分的软骨诱导培养基培养 2–4 周，期间定期更换培养基。可采用单层培养或三维微团培养以促进软骨基质形成。分化结果通过形态学观察细胞聚集形成类软骨团，并可使用阿利新蓝染色或硫酸性糖胺聚糖染色检测软骨基质，同时通过 RT-qPCR 检测 COL2A1、ACAN、SOX9 等软骨标志基因，或采用免疫荧光/免疫组化检测胶原 II 表达，以评估 MSC 的软骨分化潜能。
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致瘤性检测用于评价细胞基质或其成分在动物体内诱导宿主细胞形成肿瘤的能力。实验采用新生（出生 3 日龄内）裸鼠、新生仓鼠或新生大鼠，接种数量通常多于成瘤性检测。待检样品可为细胞裂解物或全细胞 DNA，来源于 MCB 或 WCB，扩增至或超过生产用体外细胞龄的 3–10 倍增水平。细胞裂解物通过冻融及低速离心等方法制备，悬浮于 PBS 中，取 50–100 μl（相当于 10^7 个细胞）皮下注射；细胞 DNA 取 50–100 μl（≥100 μg）皮下注射，阳性对照可使用致瘤性 DNA 质粒，阴性对照可用 PBS。接种后至少观察 16 周，每周触摸和记录注射部位结节的形成及变化，必要时进行双向测量以判定结节是进行性、稳定或消退。观察期末处死动物，对注射部位及主要器官（肝、心、肺、脾、局部淋巴结等）进行肉眼及组织学检查，建立疑似瘤的细胞系并可冻存以供分子分析。若形成的肿瘤基因型显示来源于宿主而非接种细胞，则判定为致瘤性阴性；如出现进行性结节或肿瘤，应进一步分析致瘤性因子及活性，并评估细胞基质的可适用性。
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体内成瘤性检测用于评价待检细胞在动物体内形成进行性肿瘤的能力。实验中，将从 MCB 或 WCB 复苏并扩增 3–10 代以上的细胞，制备每毫升含 5×10^7 个活细胞、活力≥90% 的悬液作为待检细胞；阳性对照采用已知成瘤性细胞（如 Hela），每毫升含 5×10^6 个活细胞；阴性对照可用人二倍体细胞或 PBS。动物可选 4–7 周龄裸鼠或 3–5 日龄新生小鼠，每组 ≥10 只，皮下或肌内注射待检细胞 0.2 ml（含 10^7 个活细胞），阳性对照 0.2 ml（含 10^6 个活细胞）；弱成瘤性或新建细胞可在新生裸鼠中接种 0.1 ml（含 10^7 个活细胞）。动物至少观察 16 周，前 3–6 周每周 2 次，其后每周 1 次，记录注射部位结节形成及变化。观察期末处死所有动物，对注射部位及主要器官进行肉眼及组织病理学检查。若待检组 ≥2 只动物形成进行性肿瘤且组织学及基因型分析与接种细胞一致，则判定细胞具有成瘤性；未形成进行性肿瘤则判定为无成瘤性；单例形成则需进一步分析。
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间充质干细胞（MSC）对巨噬细胞极化的实验通常采用体外共培养结合表型与功能分析的方法。实验中将分离的单核细胞（如 PBMC 来源的单核细胞）在适当条件下分化为巨噬细胞（M0），然后与 MSC 按一定比例共培养，或添加 MSC 条件培养上清液进行处理。培养结束后，通过流式细胞术或免疫荧光检测巨噬细胞表面标志物（如 M1 型 CD86、iNOS，M2 型 CD206、Arg-1）及 qPCR/ELISA 检测相关细胞因子（如 TNF-α、IL-6、IL-10 等），评估 MSC 对巨噬细胞极化向 M1 或 M2 表型的调控作用，从而反映 MSC 的免疫调节功能。
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端粒酶活性检测常采用TRAP（Telomeric Repeat Amplification Protocol）法，用于评价细胞的端粒延伸能力及增殖潜力。实验中提取细胞蛋白或细胞裂解液，端粒酶若存在，可在体外将特定引物延伸形成端粒重复序列（TTAGGG）。随后通过 PCR 放大这些延伸产物，并结合凝胶电泳或荧光定量检测（qPCR）分析产物数量，从而定量或半定量评价端粒酶活性。该方法广泛应用于干细胞自我更新能力、衰老评估及细胞安全性研究。
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软琼脂克隆形成试验是一种用于评价细胞非贴壁生长能力和潜在致瘤性的体外功能实验。该方法将待测细胞接种于含低浓度琼脂的半固体培养基中，上下层琼脂共同形成无贴壁生长环境，在适宜条件下培养一定时间后，通过显微镜观察并统计形成的细胞克隆数量和大小。仅具有异常增殖或转化特性的细胞可在软琼脂中形成克隆，因此该试验常用于细胞安全性和肿瘤相关风险的评价。
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MSC 免疫活性分子功能评价通常通过分泌因子检测与细胞表面分子分析相结合的方法进行。实验中将 MSC 在基础或炎症因子刺激条件下培养，收集培养上清，采用 ELISA 或多因子检测技术定量分析 IDO1、PGE2、HGF、IL-10、IL-6 等免疫调节相关分子的分泌水平；同时，采用流式细胞术，使用针对 PD-L1 的荧光标记抗体检测 MSC 细胞表面 PD-L1 的表达情况。通过综合分析分泌因子水平及 PD-L1 表达变化，用于评价 MSC 的免疫调节与免疫抑制活性。
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MSC 调控免疫细胞炎症因子释放的评价，通常采用体外共培养后检测培养上清中细胞因子水平的方法。实验中将 MSC 与免疫细胞（如 PBMC 或 T 细胞）按一定比例共培养，经适当刺激后收集培养上清，采用酶联免疫吸附试验（ELISA）或多因子流式/液相芯片检测技术，对 TNF-α、IFN-γ、IL-4、IL-10、IL-6、IL-8 及 IL-17A 等炎症或免疫调节相关细胞因子进行定量分析。通过比较 MSC 存在与否条件下各因子释放水平的变化，用于综合评价 MSC 对免疫炎症反应的调控能力。
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间充质干细胞（MSC）对 Treg 淋巴细胞亚群增殖促进率的检测，通常采用体外共培养结合流式细胞术的方法。实验中分离外周血单个核细胞（PBMC），在抗 CD3/CD28 抗体刺激条件下诱导 T 细胞活化，并与 MSC 按一定比例进行共培养。培养结束后，采用细胞增殖示踪染料（如 CFSE）或增殖相关指标，结合 CD4、CD25 及 FoxP3 等 Treg 特异性标志物进行流式细胞分析，通过比较 MSC 存在与否条件下 Treg 细胞的增殖水平，计算 MSC 对 Treg 淋巴细胞亚群增殖的促进率，用于评价 MSC 的免疫调节及免疫耐受诱导功能。
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间充质干细胞（MSC）对 Th17 淋巴细胞亚群增殖抑制率的检测，通常采用体外共培养结合流式细胞术的方法。实验中分离外周血单个核细胞（PBMC），经抗 CD3/CD28 抗体及特定细胞因子刺激诱导 Th17 细胞活化与增殖，再与 MSC 按一定比例共培养。培养结束后，采用细胞增殖示踪染料（如 CFSE）或增殖相关指标，并结合 CD4 及 Th17 特异性标志物（如 IL-17A）进行流式细胞分析，通过比较 MSC 存在与否条件下 Th17 细胞的增殖水平，计算 MSC 对 Th17 细胞亚群增殖的抑制率，用于评价 MSC 的免疫抑制与免疫调节功能。
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间充质干细胞（MSC）对 Th2 淋巴细胞亚群增殖抑制率的检测，通常采用体外共培养结合流式细胞术的方法。实验中分离外周血单个核细胞（PBMC），经抗 CD3/CD28 抗体或特定细胞因子刺激诱导 Th2 细胞活化与增殖，再与 MSC 按一定比例进行共培养。培养结束后，采用细胞增殖示踪染料（如 CFSE）或相关增殖指标，并结合 CD4 及 Th2 特异性标志物（如 IL-4）进行流式细胞分析，通过比较 MSC 存在与否条件下 Th2 细胞的增殖情况，计算 MSC 对 Th2 细胞亚群增殖的抑制率，用于评价 MSC 的免疫调节作用。
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间充质干细胞（MSC）对 Th1 淋巴细胞亚群增殖抑制率的检测，通常采用体外共培养结合流式细胞术的方法进行。实验中先分离外周血单个核细胞（PBMC），经抗 CD3/CD28 抗体或特异性刺激诱导 Th1 细胞活化与增殖，再与 MSC 按一定比例共培养。通过细胞示踪染料（如 CFSE）或增殖相关指标，结合 CD4 及 Th1 特异性标志物（如 IFN-γ）进行流式分析，比对有无 MSC 条件下 Th1 细胞的增殖水平，计算 MSC 对 Th1 细胞增殖的抑制率，用于评价 MSC 的免疫调节功能。
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复制型腺病毒（RCA）检测通常采用荧光定量 PCR（qPCR）法。该方法通过设计针对腺病毒特异性保守基因序列的引物和荧光探针，对样品中可能存在的复制型腺病毒核酸进行扩增和实时监测。扩增过程中荧光信号随产物累积而增强，通过 Ct 值判断是否存在 RCA。该方法具有灵敏度高、特异性强、检测周期短的特点，适用于基因治疗载体、细胞制品及相关生物制品中复制型腺病毒污染的筛查与质量控制。
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逆转录病毒检查中常采用**逆转录酶（Reverse Transcriptase，RT）活性检测**作为通用筛查方法。其原理是利用样品中可能存在的逆转录病毒所携带的逆转录酶，在体外以人工提供的 RNA 为模板合成 cDNA，再通过 PCR 或实时荧光 PCR 对产物进行扩增和检测。常用方法包括产物增强型逆转录酶活性测定法（PERT/PBRT），具有灵敏度高、覆盖面广的特点，适用于细胞制品、生物制品中潜在逆转录病毒污染的初筛。
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昆虫源性病毒检测是用于评估生物制品或细胞样品中可能存在的昆虫源性病毒污染的质量控制方法。检测目标是昆虫弹状病毒，该方法通常采用荧光定量PCR（qPCR）技术，利用特异性引物和探针对病毒核酸进行定量检测，具有高灵敏度和高特异性。检测结果可用于判断昆虫源细胞样品或相关制品的病毒安全性，为生产和放行提供依据，并确保符合相关法规与质量规范要求。
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牛源性病毒检测是针对在细胞库建立或传代过程中可能使用牛源性材料的情况，对相关外源性病毒进行的质量控制手段。检测对象包括牛副流感病毒、牛腺病毒、牛细小病毒、牛腹泻病毒、呼肠孤病毒及狂犬病毒等。该检测通常采用荧光定量PCR（qPCR）技术，通过特异性引物和探针对病毒核酸进行高灵敏度和高特异性的筛查。
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鼠源性病毒检测是用于评估生物制品或细胞样品中可能存在的鼠源性病毒污染的质量控制方法。检测目标包括出血热病毒、淋巴细胞脉络丛脑膜炎病毒（LCMV）、Ⅲ型呼肠孤病毒、仙台病毒、脱脚病病毒、小鼠腺病毒、小鼠肺炎病毒、逆转录病毒及鼠细小病毒等。该方法通常采用荧光定量PCR（qPCR）技术，利用特异性引物和探针对病毒核酸进行定量检测，具有高灵敏度和高特异性。检测结果可用于判断鼠源细胞样品或相关生物制品的病毒安全性，为生产和放行提供依据，并确保符合相关法规与质量规范要求。
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猪源性病毒检测是针对在细胞库建立或传代过程中使用猪源性材料（如猪胰蛋白酶）的情况，对可能引入的外源性病毒进行的质量控制手段。检测对象通常包括猪细小病毒、猪圆环病毒等与胰蛋白酶来源动物相关的病毒。该方法可采用荧光定量PCR（qPCR）技术，通过特异性引物和探针对病毒核酸进行定量检测，实现高灵敏度和高特异性的病毒筛查。
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特殊人源病毒检测是针对人源细胞系或细胞株中可能存在的病毒因子进行的质量控制手段。检测对象包括人肝炎病毒（HAV、HBV、HCV）、人逆转录病毒（HIV-1/2、HTLV-1/2）、人细小病毒B19、人乳头瘤病毒、人多瘤病毒、人腺病毒、人EB病毒、人巨细胞病毒（HCMV）及人疱疹病毒-6/7/8等。该方法通常采用**荧光定量PCR（qPCR）技术**，通过特异性引物和探针对病毒核酸进行定量检测，实现高灵敏度和高特异性的病毒筛查。检测结果可用于判断人源细胞样品的病毒安全性，为细胞产品的生产和放行提供依据，并确保符合相关法规与质量规范要求。
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动物体内接种法用于检测生物制品或细胞样品中内外源病毒污染，是对体外检测的补充手段。是否采用该方法，应根据细胞的传代历史、生产工艺及已有检测策略进行风险评估确定。进行检测时，应至少接种乳鼠、成年小鼠和鸡胚，如有必要可增加豚鼠或家兔。待检样品以细胞培养上清液制备活细胞，或在适宜情况下使用相当量的细胞裂解物，接种动物体内以观察病毒感染引起的病变或异常。试验过程中应按规定方法和时间进行观察，若接种后24小时内动物死亡超过20%，则试验判定为无效。该方法可用于评估样品中难以通过体外检测发现的病毒因子，确保生物制品安全性并符合相关法规要求。
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该方法以细胞培养上清或细胞裂解物为待测样本，分别接种至少三种指示细胞，包括猴源细胞、人二倍体细胞和同种属来源的细胞；对于昆虫细胞，还需增加对虫媒病毒敏感的蚊子细胞（或BHK-21细胞）以及对多种昆虫病毒敏感的果蝇胚胎来源细胞。每种指示细胞至少接种1×10⁷个活细胞或相当量的裂解物，并进行至少28天培养，期间可至少传代一次，传代时间距观察期末不得少于7天。 在观察期内，通过镜检记录细胞形态及病变情况，并在期末取细胞培养物进行血吸附试验（HA），取上清液进行红细胞凝集试验（HI）。试验中使用0.2%～0.5%豚鼠红细胞、鸡红细胞或混合红细胞悬液，分别在2～8℃及20～25℃孵育30分钟后观察红细胞吸附及凝集情况，新鲜红细胞应在2～8℃保存不超过7天，溶液中不含钙、镁离子。 判定标准为：各指示细胞不出现病变，血吸附及红细胞凝集试验均为阴性。试验应设置病毒阳性对照，包括细胞病变阳性对照、血吸附阳性对照和血凝阳性对照。如待测样品对指示细胞存在干扰，应采取措施排除干扰因素。
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操作时，将混合瓶细胞样品接种至至少6个细胞培养瓶或培养皿，待细胞长成单层或达到一定数量后换维持液，持续培养约两周，期间每日观察细胞形态，应保持正常特征。对于贴壁或半贴壁细胞，培养至少14天后，取每瓶或培养皿约三分之一细胞，加入0.2%~0.5%豚鼠与鸡红细胞混合悬液进行血吸附试验，一半在2~8℃孵育30分钟，一半在20~25℃孵育30分钟，显微镜下观察红细胞吸附情况，结果应为阴性。新鲜红细胞应在2~8℃保存不超过7天，且溶液中不含钙或镁离子。该方法可用于早期筛查病毒污染，保障产品生物安全性并符合相关法规要求。
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常用方法为凝胶法（鲎试剂），通过鲎血细胞中凝血酶原对内毒素的特异性反应，在规定条件下形成凝胶，以判断样品内毒素是否超标。也可采用经验证的替代方法（如重组因子C法）进行检测。内毒素检查是保障产品安全性并符合《中国药典》等法规要求的关键放行检测项目。
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通常取至少10⁷个活细胞，使用基础培养基制备细胞裂解物。将裂解物接种于适宜的固体培养基（如罗氏培养基或Middlebrook 7H10培养基），每个培养基接种1 ml并做三重复，同时设置不高于100 CFU的草分枝杆菌菌液作为阳性对照。在37℃下培养56天，阳性对照应出现菌落生长，而供试品未见菌落则判为合格。也可采用经验证的分枝杆菌核酸检测法作为培养法的替代。
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该检测通常采用显微镜观察、血清学方法或核酸扩增技术，对样品中螺原体的形态特征或特异性核酸信号进行检测与判定。螺原体检查是保障产品生物安全性并符合相关法规和技术规范要求的重要检测项目。
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该检测可采用培养法、DNA 荧光染色法或核酸扩增法，在规定的培养条件或检测体系下，对样品中支原体的生长特征或特异性信号进行判定。支原体检查是保障产品微生物安全性并符合《中国药典》等法规要求的重要检测项目。
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该检测通常采用直接接种法或薄膜过滤法，将样品分别接种于适宜的液体培养基中，在规定的温度和时间条件下培养，通过观察培养基是否出现浑浊、沉淀或菌落生长情况，以判定样品是否符合无菌要求。无菌检查是保障产品安全性、符合《中国药典》等法规要求的关键放行检测项目之一。
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